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Erregernachweis

Die streng intrazellulär lebenden Chlamydien sind mit den üblichen bakteriologischen Methoden nicht nachweisbar. Deshalb sollte vor der Einleitung von mikrobiologischen Untersuchungen zum Nachweis von Chlamydien das jeweilige Labor kontaktiert werden, um sich über vorhandene Nachweisverfahren sowie optimale Probenentnahme und –versand zu informieren.

Lange Zeit galt die Anzucht der Chlamydien aus dem Untersuchungsmaterial in geeigneten Zelllinien oder dem bebrüteten Hühnerei als Standardnachweismethode. Die Anzucht ist die einzige Möglichkeit, um die Lebensfähigkeit der Erreger zu demonstrieren und anschließend einer detaillierten Charakterisierung zuzuführen (Sachse, Großmann 2002).

Allerdings ist es für die Anzucht erforderlich, dass die Chlamydien zum Zeitpunkt der Untersuchung noch in ausreichender Menge vermehrungsfähig sind. Da die Anzucht außerdem lange Zeit dauert und arbeitsaufwändig ist, ist sie durch andere Nachweismethoden abgelöst worden.

Heute weist man die Chlamydien in der Routinediagnostik indirekt serologisch (Antikörpernachweis) oder besser durch den direkten Antigennachweis nach.

Beim Antikörpernachweis ergeben sich grundsätzlich Probleme bei niedrigen oder spät erscheinenden Antikörpertitern, beispielsweise bei klinisch unauffälligen Ausscheidern. Einmalige Untersuchungen genügen deshalb meistens nicht, um gemessene Titer zu beurteilen (Sachse, Großmann 2002).
Nur ein eindeutiger Titeranstieg ist beweisend für eine akute Infektion. Impftiter und Titer, die nach einer überstandenen Infektion bestehen bleiben, können die Interpretation eines serologischen Ergebnisses erschweren (Klein 1997).

Für die Untersuchung muss Serum (i.d.R. 0,5ml) oder ein Schleimhauttupfer in einem speziellen Transportmedium (Chlamydienmedium) in das Labor eingeschickt werden.

Der Nachweis einer bestehenden Erreger-Ausscheidung ist nur über den Antigennachweis möglich. Die aussagekräftigsten Ergebnisse erzielt daher der direkte Antigennachweis mittels Immunfluoreszenz (IF), Enzymimmunoessay (EIA) oder die Polymerase Chain Reaction (PCR) (Klein 1997).
Mit diesen drei Methoden können auch Chlamydien nachgewiesen werden, die zum Zeitpunkt der Laboruntersuchung nicht mehr vermehrungsfähig sind.

Da Chlamydien intrazelluläre Erreger sind, ist bei der Probenentnahme (Konjunktivalabstrich) darauf zu achten, möglichst zellreiche Tupferproben zu gewinnen („beherzt tupfern“). Störende Beläge (Eiter, Schleim, Krusten o.ä.) sollten vorher entfernt werden (Biocontrol). Die aussagekräftigsten Ergebnisse erhält man, wenn die Proben beim ersten Auftreten der Symptome entnommen werden (VetMedLab).
Für den Enzymimmunoassay (EIA) ist ein besonderes Transportmedium (Chlamydien-Medium) erforderlich, für die PCR ein trockener Tupfer ohne Transportmedium (Laboklin).

Die PCR ist schnell und sensitiver als die herkömmlichen Methoden und weist eine hohe Spezifität auf. Sie ermöglicht die direkte Untersuchung aller klinischer Materialien ohne Anzüchtung und stellt geringe Anforderungen an das Untersuchungsmaterial hinsichtlich Lagerungs- und Transportbedingungen (Sachse, Großmann 2002). Auch kleinste Mengen eines bereits abgetöteten Erregers werden nachgewiesen (Hartmann, Hein 2002).

Nicht so sensitiv wie die Zellkultur und auch weniger spezifisch sind kommerziell erhältliche Testverfahren. Mit deren Hilfe wird das Chlamydien-spezifische Lipopolysaccharid-Antigen im Konjunktivalabstrich durch Immunfluoreszenz (seltener ELISA) nachgewiesen (Hartmann, Hein 2002). Ein Nachteil dieser Tests besteht im relativ hohen Anteil falsch-positiver Befunde, die aus Kreuzreaktionen mit anderen Bakterien resultieren oder durch Augensalben- oder Fluorescein-Reste verursacht werden können. Beim IFA werden nur die intrazellulären Retikularkörperchen erfasst, deshalb können durch eine zu geringe Zellzahl auf dem Objektträger falsch-negative Ergebnisse entstehen (Anonymus 2008 und Sachse, Großmann 2002).

Der Direktnachweis intrazytoplasmatischer Einschlusskörperchen (z.B. Giemsa-gefärbter Konjunktivalabstrich) hat den Nachteil, dass diese oft nur in der Frühphase der Infektion bzw. nur bei Proben mit hohem Antigengehalt zu finden sind. Außerdem besteht eine Verwechslungsgefahr mit Melaningranula, die zu falsch positiven Befunden führen kann (Hartmann, Hein 2002 und Sachse, Großmann 2002).

Diagnostik der anderen Katzenschnupfen-Erreger
Auch FHV und FCV werden mit Hilfe der PCR nachgewiesen, da eine Antikörpertiterbestimmung auf Grund der Impfung gegen Katzenschnupfen nur unter Vorbehalt interpretiert werden kann. Seit kurzem steht diese Methode auch für die Diagnose von Mycoplasma felis und Bartonella henselae zur Verfügung (Huebner 2008).

Für den Nachweis von B. bronchiseptica empfiehlt sich ein Rachen- oder Nasensekrettupfer in einem Aktivkohle-haltigem Transportmedium und eine anschließende Anzucht auf einem selektiven Nährboden (Huebner 2008).